user850

شکل 3-2.گانگلیون تحت مری تثبیت شده در محفظه ثبت …………………………….. 31
شکل 3-3. نمایی از وسایل ثبت داخل سلولی ……………………………………………….. 33
شکل 3-4. نحوه اندازه گیری برخی پارامترهای پتانسیل عمل ………………………… 35
شکل4-1. الگوی فعالیت خودبخودی نورون در شرایط کنترل، 5 و 10 دقیقه پس از مجاورت با غلظت 1/0 میلی مولار لینالول ………………………………………………………… 40
شکل 4-2. مقایسه پتانسیل ثبت شده از یک نورون در سه زمان کنترل، 5 دقیقه و 10 دقیقه پس از افزودن لینالول ……………………………………………………………………… 42
شکل 4-3. الگوی فعالیت خودبخودی در شرایط کنترل، 3 دقیقه پس از مجاورت با غلظت 2/0 میلی مولار لینالول و پس از شستشوی محفظه حاوی لینالول با رینگر نرمال حلزون ……………………………………………………………………………………………….. 48
شکل4-4. مقایسه پتانسیل ثبت شده از یک نورون در دو زمان کنترل و 2 دقیقه پس از افزودن لینالول 2/0 میلی مولار ……………………………………………………………………..49
شکل 4-5. پس از بروز فعالیت burst در نتیجه افزودن لینالول 2/0 میلی مولار NiCl به محفظه ثبت اضافه گردید ………………………………………………………………………….. 52
شکل 4-6. پس از بروز فعالیت burst در نتیجه افزودن لینالول 2/0 میلی مولار، نیفدیپین به محفظه ثبت اضافه گردید ……………………………………………………………. 53
شکل 4-7. پس از بروز فعالیت burst در نتیجه افزودن لینایول 2/0 میلی مولار، H89 به محفظه ثبت اضافه گردید …………………………………………………………………………. 54
شکل 4-8. پس از بروز فعالیت burst در نتیجه افزودن لینالول 2/0 میلی مولار، کلریترین به محفظه ثبت اضافه گردید …………………………………………………………… 55
TOC \h \z \t “شکل,1″

فهرست نمودارها و جدولها
عنوان…………………………………………………………………………………………………………صفحه
نمودار 4-1. مقایسه میانگین پتانسیل استراحت غشاء و فرکانس پتانسیل عمل در شرایط کنترل و در 5 و 10 دقیقه پس از افزودن غلظت 1/0 میلی مولار لینالول به رینگر حلزونی نرمال………………………………………………………………………………………..39
نمودار 4-2. مقایسه استانه و دامنه در پتانسیل عمل ثبت شده در حضور غلظت 1/0 میلی مولار لینالول …………………………………………………………………………………………. 41
نمودار 4-3. مقایسه میانگین سطح زیر منحنی، فاصله بین پتانسیل‌های عمل و طول مدت پتانسیل عمل در شرایط کنترل و در 5 و 10 دقیقه پس از افزودن غلظت 1/0 میلی مولار لینالول به رینگر حلزونی نرمال (8=n) ………………………………………….. 43
نمودار 4-4. مقایسه میانگین دامنه AHP و طول مدت AHP بین سه حالت کنترل، 5 و 10 دقیقه پس از کاربرد لینالول 1/0 میلی مولار (8=n) …………………………………… 44
نمودار 4-5. مقایسه میانگین شیب فاز دپلاریزاسیون و شیب فاز رپلاریزاسیون بین سه حالت کنترل، 5 و 10 دقیقه پس از افزودن لینالول 1/0 میلی مولار (8=n) …….. 45نمودار 4-6. مقایسه میانگین مدت دوره مهاری بعد از فعالیت برانگیخته پس از تزریق جریان های دپلاریزان (nA1-2) در شرایط کنترل و 10 دقیقه پس از افزودن غلظت 1/0 میلی مولار لینالول به رینگر حلزونی نرمال (6=n) ……………………………………………. 46
نمودار 4-7. مقایسه آستانه و دامنه در پتانسیل های عمل ثبت شده در حضور غلظت 2/0 میلی مولار لینالول(6=n) …………………………………………………………………………. 47نمودار 4-8.مقایسه میانگین شیب فاز دپلاریزاسیون و شیب فاز رپلاریزاسیون بین دو حالت کنترل و 2 دقیقه پس از افزودن لینالول 2/0 میلی مولار (8=n). ………….. 49نمودار 4-9. مقایسه میانگین مدت دوره مهاری بعد از فعالیت برانگیخته پس از تزریق جریان‌های دپلاریزان(nA2-1) در شرایط کنترل و در 10 دقیقه پس از افزودن غلظت 2/0 میلی مولار لینالول به رینگر حلزونی نرمال (6=n)……………………………………….50
جدول 4-1. مقاومت ورودی سلول در شرایط کنترل و 10 دقیقه پس از کاربرد لینالول 1/0 میلی مولار ……………………………………………………………………………………………… 47
جدول 4-2. مقاومت ورودی سلول در شرایط کنترل و 10 دقیقه پس از کاربرد لینالول 2/0 میلی مولار ……………………………………………………………………………………………… 50
فصل اول
مقدمه
1-1) بیان مساله
صرع از جمله اختلالات سیستم عصبی مرکزی است که در آن یک ناحیه محدود مغزی و یا نواحی گستردهای از مغز فعالیتهای کنترل نشده خودبخودی نشان میدهند. این بیماری مجموعهای از سندرمهای جداگانه است که یا اولیهاند ویا متعاقب صدمات مغزی به وجود میآیند. کانون صرعزا میتواند به وسیله فاکتورهای متفاوت و متنوع ژنتیکی و محیطی ایجاد شود (Cavalheiro et al., 1991; Lopez da Silva et al., 1992). شواهدی مبنی بر دخالت تغییر در سیستمهای نوروترنسمیتری مختلف به ویژه گلوتامات، آسپارتات و گابا در ایجاد صرع وجود دارد (Pinto et al., 2005). به طور کلی تغییر در الگوی فعالیت سیناپسها و مختل شدن عملکرد کانالهای یونی، بعنوان مکانیسمهای اصلی زمینهساز حملههای صرعی شناخته شدهاند (Nobels, 2003; Wuttke and Lerche, 2006).
اسانسهای گیاهی و انواع عصارههای گیاهی از رایجترین فراوردههای استخراجی از گیاهان هستند که در طب سنتی و نوین جهت درمان صرع مصرف میشوند. اسانسهای روغنی به دلیل تبخیر شدن در دماهای معمولی روغنهای فرار نیز نامیده میشوند. ترپنها و فنیلپروپانوئیدها دو دسته گسترده از اسانسهای روغنی هستند (de Almeida et al., 2011). این محصولات حاوی طیف وسیعی از ترکیبات با ویژگیهای ساختمانی متنوع هستند که برخی از آنها قادرند از بروز الگوی فعالیت صرعی در نورونها جلوگیری کنند. اثرات درمانی چنین ترکیباتی غالباً برایند برهم کنش و تاثیر چندین ترکیب است که میتوانند تقویت کننده (سینرژیک) یا مخالف هم باشند. تصور عمومی مبنی بر بیضرر بودن فراوردههای گیاهی باعث شده که در بسیاری موارد بیماران به خود درمانی با چنین محصولاتی روی آورند و حتی پزشک معالج خود را از مصرف چنین ترکیباتی آگاه نکنند که میتواند برهمکنش نامطلوب با داروهای تجویز شده توسط پزشک را به دنبال داشته باشد (Spinella, 2001; Ruha et al., 2003). شناسایی مکانیسمهای دخیل در اثرات فراوردهای گیاهی با پتانسیل درمانی میتواند ضمن کمک به کاربرد موثرتر آنها در درمان صرع از بروز برهمکنشهای نامطلوب نیز جلوگیری نماید.
مونوترپنها از جمله رایجترین ترکیباتی هستند که هم در فراوردههای گیاهی با اثر صرع زا و هم فراوردههایی با اثرات ضد صرعی حضور دارند (Burkhard et al., 1999). این ترکیبات با فرمول مولکولیC10H16 به طور وسیعی در گیاهان و به ویژه در اسانسهای روغنی یافت می شوند (Ishida, 2005) و با تعدیل سیستم گاباارژیک و گلوتاماترژیک اثرات ضد صرعی خود را اعمال میکنند (Sayyah et al., 2004). به برخي از مونوترپنها از جمله لینالول، اوجنول، منتول و لیمونن اثرات ضدصرعي نسبت داده شده است (Burkhard et al., 1999).
لینالول، مونوترپنی است که به عنوان ترکیب اصلی در بسیاری از اسانسهای روغنی معطر وجود دارد. مطالعات متعددی تاثیر آرامبخشی و ضد صرعی لینالول را گزارش کردهاند. گیاهانی مانند گشنیز Coriandrum sativum و برگبو Laurus nobilis که در طب سنتی به عنوان ترکیبات ضد تشنج به کار رفته و اثرات ضد صرعی آنها تایید شده حاوی لینالول هستند (Elisabetsky et al., 1995; Sayyah et al., 2002). اثرات آرامبخشی و خوابآوری روغن Aniba rosaeodora، به میزان بالای لینالول در آن نسبت داده شده است (de Almeida et al., 2009a).
رسپتورهای NMDAنقش کلیدی در تولید وگسترش حملات صرعی دارند. جلوگیری از رهایش و تاثیر تحریکی گلوتامات از طریق مهار رقابتی رسپتورهای NMDA به عنوان مکانیسم اصلی اثرات ضد صرع این مونوترپن پیشنهاد شده است. در تحقیقات مختلف نشان داده شده است که لینالول اثر ضد تشنجی خود را از طریق اثر مهاری روی متصل شدن گلوتامات در کورتکس موش صحرایی و تاثیر بر روی انتقالات گاباارژیک و گلوتامات ارژیک ایجاد مینماید (Brum et al., 2001). de Almedia وهمکاران با توجه به تاثیر این روغن در کاهش تحریکپذیری عصبی و کاهش دامنه پتانسیل عمل در عصب سیاتیک و نظر به فقدان رسپتورهای NMDA یا گابا در تنهی عصب پیشنهاد کردهاند که این تاثیر تا حدودی از طریق تاثیر بر کانالهای یونی مانند مهار کانالهای سدیمی وابسته به ولتاژ یا افزایش کنداکتانس پتاسیمی اعمال میشود (de Almedia et al., 2009). از آن جایی که تعدیل کانالهای وابسته به ولتاژ به وسیله داروها یک اصل درمانی است، لینالول ممکن است از این طریق با فرآیندهای سلولی مرتبط با صرع تداخل نماید .(Altrup et al., 2003)
1-2)دلایل استفاده از نورونهای حلزون
در تحقیقات انجام شده روی الگوی فعالیت صرعی و روشهای درمان آن از مدلهای حیوانی مختلف استفاده شده است. با این حال مکانیسمهای اساسی ایجاد کننده الگوی فعالیت صرعی در نمونههای جانوری مختلف مشابه است. از طرفی نتایج تحقیقات مختلف نشان داده است که الگوی فعالیت صرعی ایجاد شده در نورونهای حلزون با الگوی فعالیت ثبت شده در سیستم عصبی مهرهداران از جمله انسان شباهت دارد (Altrup et al., 2003; Janahmadi et al., 2008).
مزایای تکنیکی متعدد نورونهای گانگلیون بیمهرگان در مقایسه با نورونهای مهرهداران از جمله وجود نورونهای بزرگ قابل تشخیص، تنوع کانالهای یونی و امکان مطالعه گانگلیون در شرایط in vitro بدون تغییر در ویژگیهای ساختمانی و عملکردی باعث شده تا این نورونها در موارد متعددی جهت مطالعه مکانیسمهای پایه سیستم عصبی مورد استفاده قرار گیرند. نرم‌تنان بزرگترین نورون‌ها را در سلسله جانوران دارند و اندازه بزرگ نورون‌هایشان، شناسایی و ورود الکترود به سلول را تسهیل می‌کند و از طرفی خونسرد بودن این رده جانوری، مشکلات نگهداری آن‌ها را در شرایط in vitro کاهش می‌دهد. این عوامل باعث شدند بسیاری از مطالعات اولیه الکتروفیزیولوژیک برای نخستین بار روی نورون‌های نرم‌تنان انجام شوند (Hodgkin and Hoxley, 1939; 1952). در مقایسه با نمونههای بی مهره، مطالعه مکانیسم‌های سلولی و مولکولی در نورون‌های پستانداران اغلب مستلزم مراحل آماده‌سازی است که ممکن است همراه با تغییراتی در سازمانبندی کلی نورون‌ها باشد. بعلاوه اندازه بسیار کوچک نورون‌ها و نیاز به شرایطی با حداقل تغییرات نسبت به شرایط in vivo، انجام ثبت داخل سلولی را مشکل می‌سازد. عملکرد سیستم عصبی بی‌مهرگان و مهره‌داران از جهات بسیاری شبیه میباشد، از جمله داشتن گیرنده‌های حسی، شبکه عصبی مرکزی، خروجی‌های حرکتی و مجموعه‌ای از ناقل‌های عصبی، مسیرهای انتقال سیگنال و انواع کانال‌های یونی مشابه (Altrup et al., 1992). بنا به دلایل ذکر شده استفاده از گانگلیون حلزون در مطالعات الکتروفیزیولوژیک مرتبط با فعالیت صرعی به نظر معقول و مفید میرسد.
فصل دوم
2- مروری بر تحقیقات پیشین
2-1) صرع
صرع یک اختلال پیچیده عصبی می باشد که 1 تا 2 درصد از کل جمعیت جهان را تحت تأثیر قرار داده است (cascino, 1994). تشنجهای صرعی در نتیجه فعالیت الکتریکی بیش از حد و غیر طبیعی نورونها در مغز رخ میدهند و بر سلامت و کیفیت زندگی فرد تاثیرات شدیدی میگذارد.(Zainuddin et al., 2012)
تغییر در الگوی فعالیت سیناپسها و مختل شدن عملکرد کانالهای یونی مکانیسمهای اصلی زمینهساز حملههای صرعی میباشند (Nobels, 2003; Wuttke and Lerche, 2006). عدم تعادل بین تحریک و مهار در شرایط صرعی ممکن است از تغییر فعالیت ذاتی برخی نورونها و یا از تغییرات سیناپسی ناشی شود. تغییر در عملکرد نوروترنسمیترهای گلوتامات و گابا بیش از سایر نوروترنسمیترها در پاتوژنز صرع دخیل است (Meldrum et al., 1999).
با وجود در دسترس بودن داروهای ضد صرعی، حدود یک سوم افراد مبتلا به صرع تشنجهایی را نشان میدهند که حتی با بهترین داروهای موجود کنترل نمیشوند. بسیاری از افراد مبتلا به صرع به درمان دارویی طولانی مدت نیاز دارند که اغلب با عوارض جانبی ناتوان کننده و تداخلات دارویی همراه است (Reddy et al., 2010). در دهههای اخیر مشخص شدن عوارض جانبی داروهای شیمیایی منجر به بازنگری روشهای درمانی طبیعی و آغاز سری جدیدی از پژوهشها در زمینه گیاهان دارویی شد (Braun and Cohen, 2007).

2-2) اسانسهای گیاهی
از دیر باز گیاهان معطر به خاطر خواص دارویی و نگهدارنده از اهمیت ویژهای برخوردار بودند و بعنوان طعم دهنده نیز استفاده میشدند. اسانسهای روغنی ترکیباتی چند جزئی، پیچیده و طبیعی هستند. این اسانسها عمدتاً متشکل از ترپنها و برخی از ترکیبات غیر ترپنی میباشند که به طور گسترده برای پیشگیری و درمان بیماریهای انسانی مورد استفاده قرار میگیرند (de Almeida et al., 2011). اسانس‌ها به طور معمول از ترپن‌های آروماتیک فرار و فنیل پروپانوئیدها تشکیل شده‌اند. این مولکول‌ها آزادانه از غشای سلول عبور می‌کنند و ممکن است نقش‌های سیگنالینگ متنوعی را در سلول داشته باشند. بعلاوه گزارشاتی حاکی از مداخله ترکیبات اسانس‌های گیاهی با کانال‌های یونی و رسپتورها وجود دارد (Goncalves et al., 2008).
الف) ترپنها:ترپنها گروه متنوعی از محصولات طبیعی که شامل بیش از 2000 عضو هستند و از لحاظ ساختاری و عملکردی از کلاس‌های مختلفی تشکیل شده‌اند. واحد ساختاری آن‌ها ایزوپرن (C5H8) نام دارد که از 5 کربن تشکیل شده است. ترپن‌های اصلی شامل مونوترپن‌ها (C10) و سسکوئی‌ترپن‌ها (C15) می‌باشند (Bakkali, et al., 2008).
ب) ترکیبات آروماتیک
ترکیبات آروماتیک از فنیل پروپان مشتق میشوند و شامل آلدهیدها، الکلها، فنولها، مشتقات متوکسی و ترکیبات متیلدیاکسی میباشند (Bakkali, et al., 2008).
2-3) اثرات بیولوژیک اسانسهای گیاهی
2-3-1) اثرات سیتوتوکسیک اسانسها
اثرات سیتوتوکسیک اسانسها شامل آسیبهای غشائی، افزایش نفوذپذیری غشاء، اختلال در توزیع یونها، کاهش پتانسیل غشاء، اختلال در پمپ پروتون و کاهش ذخیرهی ATP میباشد (Ultee et al., 2000; 2002). اسانس‌ها می‌توانند با لخته کردن سیتوپلاسم به لیپیدها و پروتئین‌ها آسیب برسانند (Burt, 2004; Gustafson et al., 1998).
2-3-2) اثرات موتاژنیک اسانسها در سطح هسته و سیتوپلاسم
اسانسهای گیاهی مختلف القاء کنندهی جهشهای هستهای نیستند. با این حال استثناهایی نیز وجود دارند. در سطح سیتوپلاسمی اسانسهای گیاهی قادراند به غشاء و DNA میتوکندریایی آسیب زده و منجر به ایجاد جهشهایی در ژنهای مربوط به پروتئینهای دخیل در تنفس سلولی شوند (Bakkali et al., 2008).
2-3-3) اثرات آنتی موتانژنیک اسانسها
اسانسها ویژگیهای آنتیموتاژنیک خود را از طریق مکانیسمهای زیر اعمال میکنند:
ممانعت از نفوذ موتاژنها به سلول (Shankel et al., 1993)، غیرفعال کردن موتاژنها به شیوهی Scavening مستقیم (Ipek et al., 2005)، مهار تبدیل متابولیتها از فرم پیشموتاژنبه موتاژن توسط فاکتور P450 (Ramel et al., 1986; Waters et al., 1996) و یا فعال کردن پروسهی سم زدایی آنزیمی موتاژنها (Kada and Shimoi, 1987).
2-3-4) اثرات سرطان زایی اسانسها
برخی از اسانسهای گیاهی یا ترکیبات به دست آمده از آنها بعنوان سرطانزاهای ثانویه عمل میکنند (Guba, 2001).
2-4) ترکیبات اسانس‌ها و عملکرد آن‌ها روی سیستم عصبی مرکزی و محیطی
استفاده سنتی از ترکیبات گیاهی و به ویژه ترپن‌های گیاهی با اهداف درمانی به زمانهای بسیار دور بازمیگردد. هرچند مکانیسم و چگونگی اعمال اثر این ترکیبات تا حد زیادی ناشناخته هستند اما پیشنهاد شده که این ترکیبات دارای اثرات فارماکولوژیک مختلفی روی سیستم عصبی می‌باشند. این فرضیه با یافتههای مطالعات مختلف حمایت می‌شود. بعنوان مثال گزارش شده که استفاده از اسانسهای گیاهی باعث ایجاد اثرات ضدتشویش و ضد اضطراب در حیوان آزمایشگاهی می‌شوند (Umezu., 1999; 2000). با اینحال بخش کمی از مطالعات صورت گرفته، در ارتباط با برهمکنش ترپن‌ها با کانال‌های یونی و رسپتورها می‌باشد (Goncalves et al., 2010). در ادامه بطور مختصر به معرفی تعدادی از ترکیبات گیاهی و اثرات بیولوژیک آن‌ها میپردازیم.
2-4-1) اکالیپتول
اكاليپتول یا 1,8-cineolیک مونوترپن است که در اسانس روغنی بسیاری از گیاهان از جمله اوکالیپتوس، ریحان، برگبو و شاهپسند درختچهای یافت میشود. این ماده بی رنگ دارای بوی معطر مشابه بوی کافور است و به دلیل بو و مزه مطبوع به عنوان عطر و در ساخت لوازم آرایش مورد استفاده قرار می گیرد. کامفر، اكاليپتول و تركيباتي با ساختار مشابه عموماً بعنوان بيحسكنندههاي موضعي در پزشكي مصرف ميشوند (Vogt-Eisele et al., 2007) و كاربردهاي متنوع تري از جمله اثرات ضد التهابی به واسطهي اثرات مهاری آن بر تولید واسطه های التهاب مانند سیتوکین ها، پروستاگلاندینها و لوکوترینها و برخي اثرات رواني براي آنها شناخته شده است (Moussaieff et al., 2008). اکالیپتول همچنين داراي اثرات ضد تومور و ضد ميكروبي مي باشد و انتقال دارو از طريق پوست را تسهيل ميکند. تاثير صرعزايي اسانس روغني برخی گياهان به مونوترپنهاي دوحلقه اي كتوني از جمله کامفر و اكاليپتول نسبت داده شده است .(Burkhard et al, 1999).
2-4-2) اوجنول
اوجنول یک فنیل پروپن است که از گیاهان متعددی از جمله درخت جوز، میخک، دارچینو ریحان استخراج میشود، با اکسید روی ترکیب شده و صمغی را ایجاد میکند که به خاطر ویژگیهای ضدباکتریایی، ضدالتهاب، بی حسکنندگی موضعی و ضددردش بطور گستردهای در دندانپزشکی به کار میرود (Hashimoto et al., 1988; Ohkubo et al., 1997; Kim et al., 2003; Pizzo et al., 2006; Chaieb et al.,2007; Zheljazkov et al., 2008). این ترکیب بعنوان چاشنی و طعم دهنده در محصولات غذایی و همچنین ماده خوشبوکننده در محصولات آرایشی مورد استفاده قرار میگیرد (Opdyke, 1975). اوجنول در سیستم عصبی اثرات متعددی را اعمال میکند از جمله: حفاظت از سلولهای عصبی در برابر ایسکمی و پپتید بتاآمیلویید (Irie and Keung, 2003; Wie, et al., 1997; Won et al., 1998)، مهار هدایت پتانسیلهای عمل در عصب سیاتیک (Kozam, 1997)، بهبود بخشیدن به عوارض عصبی و نورونی ناشی از دیابت (Nangle et al., 2006) و سرکوب پتانسیلهای میدانی صرعی که نشان دهندهی یک پتانسیل درمانی برای اوجنول در صرع میباشد (Muller et al., 2006).
2-4-3) منتول
منتول از جمله مونوترپنهایی است که بعنوان ترکیب اصلی در بسیاری از اسانسهای روغنی معطر وجود دارد و به طور مصنوعی نیز تهیه می‌شود. منتول علاوه بر مصارف تجاری ، ترکیب عمده بسیاری از گیاهانی است که دارای کاربردهای پزشکی هستند. منتول دارای تاثیر بیحس کنندگی موضعی و اثرات ضد التهابی است. اثرات ضد دردی منتول از طریق فعال کردن اختصاصی رسپتورهای اوپیوئیدی کاپا انجام میشود (Galeottia, et al., 2002). Zhang و همکارانش نشان دادند که منتول با افزایش انتخابی مهار تونیک که به وسیله رسپتورهای با تمایل بالای گابا وساطت می‌شود،تحریکپذیری نورونهای هیپوکامپ را کاهش داده و از این طریق فعالیت صرعی القاء شده توسط کیندلینگ شیمیایی یا الکتریکی را تقلیل میدهد.(Zhang et al., 2008)
2-4-4) سیترونلول
سیترونلول یک مونوترپن الکلی با ساختاری خطی است که در اسانس‌های گونه‌های متعدد گیاهی از جمله علف لیمووجود دارد (Lis-Balchin et al., 1998). مطالعات نشان می‌دهند که سیترونلول در مهار تشنجات تونیک-کلونیک موضعی و تشنجات کلونیک عمومی مؤثر است. همچنین می‌تواند اثر محافظتی در برابر تشنجات ناشی از پیکروتوکسین و پنتیلن تترازول داشته باشد. بنابراین منطقی به نظر می‌رسد که بخشی از فعالیت ضدتشنجی سیترونلول مربوط به اثر تعدیل کنندگی آن بر روی انتقالات گاباارژیک باشد(Leidenheimer et al., 1991; Gale, 1992). از طرفی گزارشی حاکی از اثر ضدتشنجی سیترونلول از طریق مهار کانال‌های سدیمی وابسته به ولتاژ و در نتیجه کاهش تحریک‌پذیری نورونی وجود دارد (de Sousa et al., 2006).
2-4-5) لینالول
لینالول مونوترپن الکلی است که به شکلهای انانتیومر Licareol و Corlandrol وجود دارد و در گیاهانی مانند اسطوخدوس، گشنیز، برگ بو و ریحان یافت میشود (de Sousa et al., 2011). در طب سنتی و مدرن از لینالول و گیاهان تولید کننده لینالول به عنوان ضد باکتری، ضد درد، ضد التهاب، ضد تومور و ضد تشنج استفاده میشوند (Hosseinzadeh et al., 2012; Gu et al., 2010). لینالول اثر ضد تشنجی خود را از طریق مهار باند شدن گلوتامات در کورتکس موش صحرایی و تاثیر بر روی انتقالات گاباارژیک و گلوتامات ارژیک ایجاد مینماید (Brum et al., 2001). لینالول آنتاگونیست رقابتی گیرندههای NMDA است و انتقال گلوتاماترژیک را در هر دو شرایط in vivo و in vitro از طریق بر همکنش با گیرنده NMDA تعدیل میکند. لینالول همچنین آزادسازی و جذب گلوتامات تحریک شده با پتاسیم را در سیناپتوزومهای کورتیکال کاهش میدهد (Batista et al., 2010; Linck et al., 2009). لینالول همانند امیل استات (amyl acetate)، استوفنون (acetophenone) و لیمونن قابلیت حلالیت بالایی در چربی نشان میدهد و از طریق تغییر دادن محیط لیپیدی غشا می‌تواند به طور مستقیم با انواع معینی از کانال‌های یونی برهمکنش داشته باشد (Kawai, 1999; Kawai et al., 1997; Kawai and Miyachi, 2000). بعلاوه این مواد خوشبو نهتنها کانالهای دریچهدار وابسته به ولتاژ را مهار میکند، بلکه کانالهای دریچهدار وابسته به لیگاند مانند کانالهای دریچهدار گلوتامات (Ohkuma et al., 2002) و کانالهای دریچهدار حساس به نوکلئوتیدهای حلقوی را نیز مهار میکنند (Kawai and Miyachi, 2000; Kurahashi et al., 1994). لینالول اثرات بیولوژیک متعددی در سیستمهای عصبی مرکزی یا حسی دارد. استنشاق لینالول در مهرهدارانی مانند انسان، اثرات آرامبخش بوجود میاورد (Buchbauer et al., 1991; Sugawara et al., 1998) و همچنین استنشاق این مونوترپن تحرک موش را بطور قابلتوجهی کاهش میدهد (Jirovetz et al., 1991). مطالعات اخیر روی سلول‌های گیرنده سوسمار آبی، نورون‌های شبکیه سمندر و سلول‌های پورکنژ مخچه موش نشان داده که لینالول به صورت غیر انتخابی اما برگشت‌پذیر جریان‌های وابسته به ولتاژ را سرکوب می‌کند (Narusuye et al., 2005). Leal-Cardoso و همکارانش در 2010 اثرات فارماکولوژیکی لینالول را روی نورون‌های حسی سوماتیک با جزئیات بیشتری مورد بررسی قرار دادند و مدعی شدند که احتمالا مکانیسم اصلی مختل شدن تحریک‌پذیری نورونی، مهار کانال‌های سدیمی وابسته به ولتاژ توسط لینالول است.
لینالول اثرات محافظتی قابل توجهی در برابر استرس اکسیداتیو ناشی از پراکسید هیدروژن در بافت مغزی دارد و همچنین دارای خاصیت آنتیاکسیدان میباشد (Çelik and Ozkaya, 2002). لینالول گیرندههای نیکوتینی را در اتصالات عصب- عضله تعدیل و تونوسیته عضلات اسکلتی را با تأثیر بر روی سیستم cAMP کاهش میدهد و سبب شل شدن عضلات میشود (Lis-Balchin and Hart., 1999). لینالول سبب تعدیل انتقال گاباارژیک شده و باعث افزایش تمایل اتصال گابا به گیرنده گابا A میگردد (Brum et al., 2001). این ترکیب همچنین بطور وابسته به غلظت و برگشتپذیر تحریک پذیری تمام انواع فیبرهای میلینه عصب سیاتیک را کاهش میدهد. از طرف دیگر، لینالول تولید پتانسیل عمل نورونهای گانگلیون ریشه پشتی را بدون تغییر پتانسیل استراحت غشا مسدود و کانالهای سدیمی دریچهدار ولتاژی را در نورونهای ایزوله گانگلیون ریشه پشتی مهار میکند (Leal-Cardoso et al., 2010). لینالول فعالیت ضد سرطانی را از طریق آپوپتوز سلولهای HL-60 سرطان خون (Gu et al, 2010) و فعالیت ضد التهابی را با کاهش دادن ادم پنجه در موش نشان داده است (Leal-Cardoso et al., 2010). برخی مطالعات نشان دادهاند که لینالول قادر به کاهش درد القاء شده با انواع وسیعی از سیستمهای نوروترنسمیتری است و فعالیت ضد درد را در آزمون صفحه داغ نشان داده است. این اثر توسط تعدیل کردن گیرندههای NMDA، D2 دوپامین، M2 موسکارینی، آدنوزینی، کانالهای KATP و سیگنالینگ نیتریک اکسید واسطه میشود (Peana et al., 2003).
2-5) کانال‌های یونی و مشارکت آن‌ها در فعالیت نورونی
نورون‌ها در سیستم عصبی در محیطی سرشار از یون‌ها قرار دارند و حفظ تعادل این یون‌ها در داخل و خارج نورون‌ها امری ضروری میباشد. یون‌ها بواسطه فعالیت انواع کانال‌ها و گیرنده‌های سلولی در دوسوی غشاء تبادل میشوند و هرگونه تغییر در عملکرد آن‌ها می‌تواند موجب بر هم خوردن تعادل یونی و تغییر در عملکرد طبیعی نورونها شود. اغلب مسیرهای درگیر در تاثیر ترکیبات مختلف بر نورون‌ها نیز بر کانال‌های یونی و عملکرد آن‌ها تاثیر میگذارند.
2-5-1) کانالهای کلسیمی
کانالهای کلسیمی نقش مهمی در عملکرد طبیعی سلولها ایفا میکنند. این کانالها نخستین بار در سلولهای عضلانی شناسایی شدند ولی در سایر سلولها مثل نورونها و سلولهای ترشحی نیز حضور دارند. ورود کلسیم فرآیندهای متنوعی از جمله فعال شدن آنزیمهای وابسته به کلسیم، نوسانات پتانسیل غشا، راهاندازی انواعی از مسیرهای سیگنالینگ داخل سلولی، آزاد سازی نوروترانسمیترها، تنظیم بیان ژن، و آپوپتوز را به راه میاندازد (Perez-Reyes, 2003; Clapham, 2007). کانالهای کلسیمی وابسته به ولتاژ پروتئینهای عرضی غشاء هستند که ورود کلسیم به داخل سلول را طی دپلاریزاسیونهای غشایی امکانپذیر میسازند. به طور کلی این کانالها به دو دستهی HVA و LVA تقسیم میشوند. کانالهای HVA نسبت به کانالهای LVA برای فعالیت خود به دپلاریزاسیون غشایی بیشتر احتیاج دارند همچنین طی دپلاریزاسیونهای طولانی مدت جریان کلسیمی طولانیتری ایجاد میکنند.
مهمترین زیرواحد این کانالها زیرواحد 1α میباشد. این زیرواحد با وزن 250-260 کیلودالتون بزرگترین زیرواحد کانال بوده و بخش منفذ، حسگر ولتاژ و جایگاه شناخته شده‌ تنظیم کانال بوسیله‌ی پیامبرهای ثانویه، داروها و سموم را شامل میشود (Catterall et al., 2003). در کانالهای HVA زیرواحد 1α با تعدادی زیرواحد فرعی β، α2، γ و δ گرد هم آمده و یک کمپلکس کانالی راتشکیل میدهد (Ertel et al., 2000; Catterall et al., 2005). این زیرواحدهای فرعی اثرات مهمی بر کنتیک، وابستگی به ولتاژ و ویژگیهای فارماکولوژیکی این کانالها دارند. وجود زیر واحدهای فرعی در کانالهای LVA هنوز مورد بحث است.
رایجترین تقسیمبندی کانالهای کلسیمی بر اساس معیارهایی چون قابلیت هدایت، کنتیک فعال و غیر فعال شدن و ویژگیهای فارماکولوژیک میباشد. در این تقسیمبندی کانالهای HVA به انواع کانالهای L-type، N-type، P/Q-type و R-type، تقسیمبندی میشوند (Tsien et al., 1987; Randall and Tesien, 1995).
کانالهای L-type توسط دیهیدروپیریدینها مهار میشوند. برای فعال شدن خود به دپلاریزاسیون بالا احتیاج دارند و دارای هدایت یونی بالا هستند. این کانالها بیشتر در جسم سلولی و دندریتهای نزدیک نورونها قرار دارند و مسیرهای سیگنالینگ داخل سلولی را به راه میاندازند. توکسین‌های پلی‌پپتیدی ویژه‌ای از سموم عنکبوت، حلزون و رطیل مانند IVA –agatoxinω، Conotoxin GVIA و SNX-482به ترتیب کانال‌های P/Q، N و R را مهار می‌کنند Adams et al., 1993)). این کانالها برای فعال شدن خود به دپلاریزاسیون غشایی کمتر از کانالهای L-type احتیاج دارند و عمدتـا در نورون‌ها بیان شده و بیشتر در آزادسازی نوروترانسمیترها نقش دارند، همچنین ورود کلسیم به جسم سلولی و دندریت‌ها را وساطت می‌کنند Catterall et al., 2003)). موش‌هایی با جهش در کانال‌های P/Q درجاتی از تشنجات غائب را نشان می‌دهند (jouvenceau et al., 2001).
کانال‌های کلسیمی LVA که نوع T هم نامیده می‌شوند در پتانسیل غشایی نزدیک پتانسیل استراحت غشاء (حدود 70- میلیولت) فعال میشوند، هدایت یونی پایین و دوره باز بودن کوتاه دارند. این کانالها بیشتر در جسم سلولی و دندریت نورونها بیان میشوند. از مهارکننده‌های رایج این نوع جریانات کلسیمی می‌توان میبفرادیل، کورتوکسین (سم عقرب) و یون‌ نیکل را نام برد (Perez-Reyes, 2003; Catterall et al., 2005). مطالعات متعددی وجود کانال‌های کلسیمی نوع L و T را در نورون‌های حلزون نشان داده‌اند. مشخص شده که 55% از جریان‌های کلسیمی در نورون‌های حلزون از نوع L و مابقی از نوع T می‌باشد (Faizi et al., 2003; Vatanparast et al., 2006; Senatore and Spafford, 2010).
2-5-2) کانالهای پتاسیمی
کانال‌های پتاسیمی گروهی از پروتئین‌های غشایی دارای عملکردهای متعدد در سلول‌های تحریک‌پذیر و غیر تحریک‌پذیر هستند. در شرایط نرمال فعال شدن این کانالها منجر به کاهش تحریکپذیری غشاء میشود به این دلیل که پتاسیم براساس شیب الکتروشیمیایی از سلول خارج میشود (Yuan and Chen, 2006). این کانال‌ها بویژه در تثبیت و حفظ پتانسیل غشا نقش مهمی را ایفا می‌کنند و در بسیاری از فرایند‌های فیزیولوژیک از جمله پیام رسانی سلولی، ترشح انسولین، تحریک‌پذیری نورون‌ها، انتقال اپیتلیالی الکترولیت‌ها، انقباض عضله صاف، تنظیم حجم سلول و ضربان قلب دخیلند (Hille, 2001).
2-5-2-1) کانالهای پتاسیمی وابسته به ولتاژ
کانال‌های پتاسیمی وابسته به ولتاژ، تنظیم کننده طول مدت فاز رپلاریزاسیون پتانسیل عمل، هیپرپلاریزاسیون متعاقب (AHP) و فاصله بین اسپایک‌ها می‌باشند (Edgerton et al., 2003). از جمله این کانالها، کانال‌های پتاسیمی وابسته به ولتاژ جبران کننده‌ تاخیری(KDr) که به دلیل فعال شدن آهستهشان احتمالاٌ در فاز رپلاریزاسیون و تعیین عرض پتانسیل عمل مشارکت میکنند و کانال‌های پتاسیمی سریع غیر فعال شونده A-type که بواسطه کنتیک بسیار سریعشان در ایجاد فعالیت با فرکانس بالا مشارکت دارند (Jonas et al., 2004). هر دو نوع کانال مذکور با دپلاریزاسیون غشا فعال می‌شوند. با این حال جریان‌های KAنسبت به جریان‌های KDr بسیار سریعتر غیرفعال میشوند. جریانهای پتاسیمی نوع M که غیر فعال شدنشان تا 15 ثانیه طول میکشد و معمولاٌ بعنوان کانالهایی که غیرفعال نمیشوند شناخته میشوند و بواسطه همین ویژگیشان در پدیده تطابق مشارکت دارند .(Mathie et al., .1998; Storm, 1990)
2-5-2-2) کانالهای پتاسیمی وابسته به کلسیم
در بسیاری از نورونها از جمله نورونهای حلزون ورود کلسیم طی پتانسیل عمل گروهی از کانالهای پتاسیمی را فعال میکند. فعالیت این کانالها منجر به جریانهای پتاسیمی رو به خارج میگردند که در رپلاریزاسیون و هیپرپلاریزاسیون متعاقب پتانسیل عمل (AHP) مشارکت دارند(Vatanparast et al., 2007) . این کانالها بر اساس ویژگیهای بیوفیزیکی و فارماکولوژیکی به 3 دسته ی BK، SK و IK تقسیم میشوند (Vegara et al., 1998). کانالهای BK و SK تا حد زیادی در نورونهای حلزون شناسایی شدند (Gola et al., 1990; Bal et al., 2001). کانالهای BK هدایتپذیری بالایی داشته و فعال شدنشان مستلزم دپلاریزاسیون غشاء و حضور کلسیم میباشد (McManus, 1991) از نظر عملکردی کانالهای BK در رپلاریزاسیون سریع و نیز در AHP سریع نقش دارند (Gu et al., 2007). در حالیکه کانالهای SK فعال شدنشان وابسته به حضور کلسیم است (McManus, 1991)، هدایتپذیری کمی دارد و به ولتاژ غیرحساس میباشند (Hallworth et al., 2003; Sah, 1996). کانالهای SK در AHP آهسته و متوسط مداخله میکنند (Sah and McLachlan, 1992). کانالهای IK نسبت به دو مورد دیگر هدایتپذیری متوسطی دارند، به ولتاژ غیرحساساند و در نورونها یافت نمیشوند و در سلولهای محدودی مثل گلبولهای قرمز و سلولهای اپتلیالی بیان میشوند (Ishii et al., 1997).
2-5-3) کانال های سدیمی
کانال‌های سدیمی وابسته به ولتاژ برای شروع و انتشار پتانسیل‌های عمل در نورون‌ها ضروری هستند. این کانالها پروتئینهای عرض غشائی و کمپلکسی از یک زیر‌واحد α با وزن مولکولی 260 کیلودالتون و دو‌زیر‌واحد مجزای β شامل 1β با وزن مولکولی 36 کیلودالتون و 2β با وزن مولکولی 33 کیلودالتون می‌باشند. هر زیر‌واحد α پلیپپتید بزرگی از حدود 2000 باقیمانده اسید آمینه است که از چهار تکرار هومولوگ تشکیل شده و هر تکرار شامل شش قطعه عرض غشائی (S1-S6) است. چهار تکرار هومولوگ منفذ کانال را تشکیل می‌دهند و قطعه S4 در هر تکرار بعنوان سنسور ولتاژ عمل می‌کند. زیر واحد آلفا دارای نقش عملکردی اساسی در کانال های سدیمی است و این زیر‌واحد بعنوان جایگاه گیرنده برای تترودوتوکسین و ساکسی‌توکسین (بلوکرهای کانال سدیمی) عمل می‌کند و از طرفی سم عقرب (فعال کننده کانال سدیمی) کانال را تحت تاثیر قرار می‌دهد، بنابراین پیشنهاد شده که زیرواحد مذکور هم در هدایت یونی و هم در فرایند gating کانال دخیل می‌باشد. زیرواحد 2β از طریق پیوند دی‌سولفید با زیرواحد α پیوند کووالان دارد، در حالی که زیرواحد 1β پیوند کووالان ندارد. زیرواحد‌های α و β به شدت گلیکوزیله هستند (Catteral, 1995). این کانال‌ها به شدت در طی تکامل حفظ شده‌اند و در بافت‌های مختلف قابل تحریک از جمله عضله قلبی، عضله اسکلتی و سلول‌های عصبی ساختار یکسان دارند.

2-5-4) جریان‌های سدیمی گذرا و مداوم
جریان سدیمی وابسته به ولتاژ (INa) شامل ورود گذرای سدیم است که منجر به دپلاریزاسیون غشا می‌شود. کانال سدیمی بسته به پتانسیل غشا میتواند سه حالت عملکردی متفاوت داشته باشد: بسته، باز (فعال) و غیر فعال. جریان‌های عبوری از کانال‌های باز کنتیک سریعی دارد و در کمتر از یک میلی ثانیه به اوج می‌رسد و در حد چند میلی ثانیه به حد پایه کاهش می‌یابد (Cummins et al., 1994).
در حالیکه INa جریان مسئول فعالیت نورونی است، اما شواهدی مبنی بر حضور یک جریان سدیمی مداوم (INap) که مخصوصاٌ در تعدیل تحریک‌پذیری نورونی مؤثر می‌باشد، نیز وجود دارد. این جریان در انواعی از نورون‌ها از جمله آکسون اسکوئید، تالاموس، استریاتوم و نئوکورتکس انسان گزارش شده است و معمولاٌ تنها کسر کوچکی (%3-1) از کل جریان پیک سدیم را در نورونها نشان می‌دهد؛ با این حال می‌تواند الگوی تولید پتانسیل عمل را بشدت تحت تأثیر قرار دهد (French et al., 1990; Crill, 1996; Wu et al., 2005).
هنوز جای بحث است که آیا جریان سدیمی مداوم از یک کانال وابسته به ولتاژ متفاوت از کانال سدیمی وابسته به ولتاژ گذرا منشأ می‌گیرد یا نه. یک تئوری اینست که INap بوسیله یک زیرگروه اختصاصی از کانال‌های سدیمی تولید می‌شود. شواهدی که این فرضیه را حمایت می‌کنند نشان می‌دهند که INap آستانهای حدود 10 میلی ولت کمتر از INa دارد. اما از سوی دیگر مشخص شده که INap معمولاٌ بوسیله همان بلوکرهای INa مانند تترودوتوکسین مهار می‌شود. مطالعات بیولوژی مولکولی نشان می‌دهند که به احتمال قوی هر دو جریان مذکور از یک کانال منشأ می‌گیرند، با این تفاوت که شیوه gating کانال در این جریان‌ها یکسان نیست (یک روش Slow-gating برای جریان INap وجود دارد) (Stafstrom, 2007).
2-6) تعدیل کانالهای یونی توسط فسفریلاسیون
شواهد قابل توجهی وجود دارند که نشان میدهد مسیرهای سیگنالینگ داخل سلولی از جمله مسیرهای مربوط به پروتئین کینازها میتواند فعالیت کانالهای یونی مختلف را تعدیل کنند. فسفریلاسیون کانالهای یونی منجر به تغییرات ساختاری و به دنبال آن تغییرات عملکردی کانالهای یونی و همچنین تغییر فعالیت الکتریکی نورونها میشود (Iskande et al., 1995). پروتئین کینازها بواسطه تحریک گیرندههای گلوتامات متابوتروپیک (mGluRS) فعال میشوند. در ادامه مروری خواهیم داشت بر رسپتورهای مذکور و پروتئین کینازها.
2-6-1) گیرنده متابوتروپیک
گلوتامات نوروترنسمیتر تحریکی عمده در مغز پستانداران است، وجود رسپتورهای گلوتامات تعدیلی-عصبی که گیرندههای گلوتامات متابوتروپیک نامیده میشوند، مکانیسمی را فراهم میآورد که بهوسیلهی آن گلوتامات میتواند از طریق مسیرهای سیگنالینگ پیامبر ثانویه، تحریکپذیری سلولی و انتقال سیناپسی را در سرتاسر سیستم اعصاب مرکزی تعدیل کند. mGluRS اعضای ابرخانواده رسپتور جفت شده با G-پروتئین (GPCR) میباشند که فراوانترین خانوادهی ژنی رسپتور، در ژنوم انسانی هستند. GPCR، پروتئینهای بایند شده به غشا هستند که بوسیلهی لیگاندهای خارجسلولی نظیر پپتیدها و نوروترانسمیترها فعال میشوند، باعث انتقال سیگنالهای درون سلولی از طریق برهمکنشها با G-پروتئین میشوند و دارای N ترمینال بسیار بزرگ برای اتصال گلوتامات هستند (Kew and Kemp, 2005; Colleen M. Niswender and P. Jeffrey Conn, 2010). تغییر حاصله در ساختار GPCR ناشی از بایندینگ لیگاند G-پروتئین را فعال میکند. G-پروتئین از یک کمپلکس هتروتریمریک زیرواحدهای α ، β و γ تشکیل شده است. G-پروتئینها در حالت غیرفعالشان به گوآنوزین 5-دی فسفات (GDP) متصلند و فعالسازی G-پروتئین باعث مبادلهی گوآنوزین 5-تری فسفات(GTP) با GDP در زیرواحد α میشود. سپس زیرواحدهای G-پروتئین فعال شده عملکرد افکتورهای مختلف نظیر آنزیمها، کانالهای یونی و عوامل رونویسی را تعدیل میکنند. غیرفعالسازی زمانی رخ میدهد که GTP متصل شده به GDP هیدرولیز میشود (Colleen M. Niswender and P. Jeffrey Conn, 2010).
هشت گیرنده متابوتروپیک گلوتامات با توالیهای مولکولی مشخص تا به امروز شناخته شده که بر اساس سیستمهای پیامبر ثانویهشان، همسانی توالی و فارماکولوژی آگونیستی و آنتاگونیستی به سه گروه متمایز تقسیم میشوند (Dingledine et al., 1999; Kunishima et al., 2000; Meldrum et al., 1999). گروه I شامل(5 و 1) mGlu میباشند که با Gq / G11 جفت میشوند و فسفولیپاز Cβ را فعال میکنند که منجر به هیدرولیز پلیفسفواینوزیتید (PI) و تولید اینوزیتول 1,4,5تریفسفات (IP3) و دیآسیل گلیسرول (DAG) میشوند، این مسیر منجر به فعالسازی پروتئین کیناز C میشود (Colleen M. Niswender and P. Jeffrey Conn, 2010). گروه II شامل 3) و mGlu (2 و گروه III، شامل mGlu (4, 6, 7, 8) میباشند که فعالیت آدنیلیل سیکلاز را مهار میکنند. گروه II و III با پروتئینهای Gi/o جفت میشوند و در سیستم اعصاب مرکزی مسیرهای را به راه میاندازند که منجر به، مهار کانالهای کلسیمی حساس به ولتاژ، مهار یا تحریک cAMP، تحریک هیدرولیز PI و فعالسازی مسیرهای پروتئین کیناز فعال کننده میتوژن (MAP) میشود (Pin and Duvoisin, 1995; Conn and Pin, 1997).
2-7) پروتئین کینازها
پروتئین کینازها آنزیمهایی هستند که سوبستراهای پروتئینی را بوسیلهی انتقال یک گروه فسفات از یک دهنده با انرژی بالا مانند ATP و GTP فسفریله میکنند (Blagden and de Bono, 2005). فسفریله شدن پروتئین جنبههای متعدد عملکرد سلولی مانند تقسیم، متابولیسم، بقا و آپوپتوز را تنظیم میکنند (Cheetham, 2004, Kondapalli et al., 2005). این آنزیمها نقش اساسی در یکپارچگی شبکههای سیگنالینگ در سلولهای یوکاریوت دارند و فرایندهای سلولی بیشماری را طی رشد و تکامل تنظیم میکنند. پروتئین کینازها بر اساس آمینواسیدهایی که مورد هدف قرار میدهند به دو دسته تقسیم میشوند دستهی اول تیروزین کینازها هستند که اسیدآمینه تیروزین را فسفریله کرده و خود شامل دو گروه تیروزین کیناز رسپتوری و تیروزین کیناز غیر رسپتوری میباشند. دستهی دوم سرین-ترئونین کینازها هستند که سرین و ترئونین را فسفریله میکنند و محلول در سیتوپلاسم هستند. پروتئین کیناز A و C جزء دستهی اخیر میباشند (Shchemelinin et al., 2006).
2-7-1) PKA و اثر بر کانالهای یونی
یکی از سادهترین اعضای خانواده PK، پروتئین کیناز وابسته بهcAMP میباشد. فرایندهایی که cAMP درون سلولی را افزایش میدهد منجر به فعالسازی PKA میشود. PKA از دو زیرواحد کاتالیکی و دو زیرواحد تنظیمی تشکیل شدهاند که در حالت غیرفعال دو زیرواحد تنظیمی به یکدیگر متصلاند و جایگاههای فعال زیرواحد کاتالیکی را میپوشانند. زیرواحد تنظیمی دارای دو دمین متصل شونده به cAMP در پایانهی کربوکسیلی خود میباشد. پروتئینهای لنگری کیناز A (AKAP) که بعنوان داربست برای PKA به کار میروند، بوسیله پایانهی آمینی زیرواحد تنظیمی آنزیم را در جایگاههای خاص در سلول متمرکز میکنند و بنابراین محیطهای کوچک برای سیگنالینگ PKA فراهم میشود. زیرواحد کاتالیک دارای یک دمین انتهایی آمینی برای اتصال به ATP و یک دمین انتهایی کربوکسیلی برای اتصال به سوبسترای خود و آمینواسیدهای حفاظت شده برای انتقال فسفات به سوبسترا میباشد (Taylor et al., 2004).
تعداد زیادی از مطالعات نشان دادهاند که چندین پروتئین کیناز در تعدیل درد ضروری هستند بویژه شواهد قوی دلالت بر این دارند که PKA و PKC در ایجاد و حفظ حساسسازی مرکزی دخیل هستند. افزایش در تحریکپذیری نورونی مثل آنهایی که مرتبط با حساسسازی مرکزی هستند بطور عمده از تعدیل وابسته به فسفریله شدن کانالهای یونی منتج میشوند. کانالهای پتاسیمی دریچهدار وابسته به ولتاژ، تعیین کنندههای مهم تحریکپذیری نورونی در سیستم اعصاب مرکزی هستند. بنابراین تغییرات در عملکرد کانال K+ احتمالا” به تحریکپذیری افزایش یافته در حساس سازی مرکزی کمک میکند. Hu و همکارانش نشان دادند که PKA و PKC جریانات A-type را در نورونهای شاخ پشتی نخاع کاهش میدهند (Hu et al., 2003). به دلیل تنوع زیاد کانالهای پتاسیمی PKA هم دارای اثر مهاری و هم تحریکی بر این کانالها میباشد ((Iskander, et al., 1995.
Ewald و همکارانش در سال 1985 گزارش کردند که فعالیت کانالهای پتاسیمی وابسته به کلسیم در نورون حلزون، با فسفریله شدن توسط PKA افزایش یافت (Ewald et al.,1985).
نشان داده شده است که فسفریلاسیون و بویژه فسفریلاسیون وابسته به cAMP نقش اساسی در تنظیم کانالهای کلسیمی فعال شده در ولتاژ بالا بازی میکند (Armstrong and Kalman, 1988). همچنین نشان داده شده است که فسفریلاسیون کانالهای کلسیمی HVA توسط PKA یا PKC منجر به افزایش جریانهای کلسیمی در سلولهای تحریکپذیر میشود (Yang and Tsien, 1993). Smith و Goldin در سال 1992 گزارش کردند که در کانالهای سدیمی مغز موش تنها فسفوریلاسیون یک ناحیه برای کاهش جریانهای سدیمی ضروری و کافی است که این کاهش جریان میتواند در نتیجه کاهش مدت زمان باز بودن کانال یا کاهش تعداد کانالهایی که قادر به باز شدن هستند باشد با این حال گزارشاتی مبنی بر افزایش جریان سدیمی توسط PKA نیز وجود دارد (Iskander, et al., 1995).
2-7-2) PKC و اثر بر کانالهای یونی
خانواده PKC در مسیرهای انتقال سیگنال شرکت میکنند و اثرات بسیاری از محرکهای خارج سلولی مانند فاکتورهای رشد، هورمونها و داروها را تعدیل میکنند و هیدرولیز لیپیدها را افزایش میدهند (Jenny et al., 2005). این آنزیم برای فعالیت خود به دیآسیلگلیسرول و در برخی موارد کلسیم نیاز دارد. دیآسیلگلیسرول در نتیجه هیدرولیز برخی لیپیدها ایجاد میشود. فعالیت رسپتورهای متابوتروپیک گلوتامات نوع یک قادر به فعالسازی فسفولیپازC و در نتیجه تولید اینوزیتولتریفسفات و دی آسیلگلیسرول به واسطهی هیدرولیز فسفاتیدیلاینوزیتول میباشد (Hermans and Challiss, 2001). این آنزیم دارای چهار دمین (C1-C4) میباشد. C1 حاوی موتیفهای لازم برای اتصال به دیآسیلگلیسرول، C2 دارای نواحی شناختهشده برای اتصال لیپیدهای اسیدی و در بعضی موارد کلسیم و C3 و C4 نواحی متصلشونده به ATP وسوبسترا را تشکیل میدهند. برخی از این کینازها به دلیل فقدان C2 غیر وابسته به کلسیم میباشند .(Koya and L. King, 1998)
فعالسازی PKC با تعدیل تعدادی از کانالهای یونی مرتبط است که پتانسیل غشاء یا تحریک پذیری غشاء را تنظیم میکند (Tanaka and Nishizuka, 1994). در برخی از سلولها PKC منجر به افزایش جریانات کلسیمی وابسته به ولتاژ از طریق تغییر در ولتاژ آستانه فعالسازی به سوی پتانسیلهای غشایی منفیتر میشود (Swartz et al., 1993) و در برخی سلولهای دیگر فعالسازی PKC منجر به مهار جریانات کلسیمی میشود (Sena et al., 1995). اثر PKC بر کانالهای پتاسیمی بسته به نوع کانال و نوع سلول میتواند مهاری یا تحریکی باشد(Iskander et al., 1995). PKCفعال شده منجر به تاثیرات تعدیلی گستردهای بر تعدادی از هدایتهای یونی نورون میشود که تحریکپذیری نورونی را تعیین میکنند، این تاثیرات شامل کاهش جریانات پتاسیمی جبران کننده تاخیری (Tokimasa and Akasu, 1990) ، کاهش جریانات گابا (Krishek et al., 1994) و فعالسازی جریانات کلسیمی مختلف، AMPA یا NMDA میباشد (Swartz et al., 1993). یک مطالعه مستقیم جریانات یونی کنترل شده توسط PKC در نورونهای تنفسی بصلالنخاع وجود دارد، Champagnat و Richter نشان دادند که تزریق درون سلولی فوربول استر (phorbol ester)، یک فعالکننده PKC، نورونهای تنفسی را دپلاریزه میکند که بیانگر کاهش وابسته به PKC در کانداکتنسهای K+ مداوم است (Champagnat and Richter, 1993).
فعال سازی PKC در نورونهای هیپوکمپ باعث مهار جریانهای پتاسیمی مداوم، که شامل جریانهای پتاسیمی وابسته به کلسیم یا IK-Ca و غیر وابسته به کلسیم IK میشود(Doerner et al., 1988) ، در حالیکه در سلولهای نوروبلاست، جریانهای پتاسیمی نوع M را مهار میکنند (Malenka et al., 1986).
فعالسازی PKC توسط فوربول استر یا دیآسیل گلیسرول جریان سدیمی را در نورونهای مغز موش کاهش میدهد (Numann et al., 1991).
فصل سوم
3- مواد و روشها
3-1) حیوانات
مدل آزمایشگاهی مورد استفاده در کلیه آزمایش‌ها، حلزون باغی (Caucasotachea atrolabiata) بود (شکل 3-1). نمونه بالغ حلزون باغی، دارای صدف بزرگی با قطر تقریبی 3 سانتی متر، راست گرد، فشرده (طول کمتر از عرض) و دارای 4 تا 5 پیچ در طول صدف می‌باشند. صدف در رنگ‌های مختلف و معمولا به رنگ قهوهای تیره یا شاه بلوطی با نوارهای زرد رنگ دیده می‌شود. نمونه‌ها در شرایط مناسب از لحاظ درجه حرارت مناسب، نور و دسترسی به آب و غذا در شرایط آزمایشگاه نگهداری و با هویج، خیار و کاهو تغذیه میشدند.

شکل 3-1. حلزون باغی
3-2) تشریح و آماده سازی گانگلیون عصبی جهت ثبت
آزمایش‌ها بر روی نورون‌های مجموعه گانگلیونی تحت مری انجام می‌گرفت (شکل 3-2). قبل از انجام آزمایش، بمنظور ایجاد شرایط فیزیولوژیک یکسان و حصول اطمینان از فعال بودن جانور، آن‌ها را درون ظرف آب قرار داده و پس از بیرون آمدن از صدف ابتدا صدف جانور بوسیله انبر استخوان شکن برداشته شده و سپس به کمک سوزن سر و پای حلزون بدون صدف روی چوب پنبه ثابت می‌شد. با ایجاد شکافی طولی در ناحیه گردن جانور، حلقه گانگلیونی دور مری شناسایی و از بدن خارج شده و به داخل محفظه‌ ثبت با بستر سیلگارد و حاوی رینگر نرمال حلزون منتقل و سپس با سوزن حشره در این محفظه تثبیت می‌شد. نورون‌ها در این مجموعه گانگلیونی بوسیله دو لایه بافت پیوندی احاطه شده‌اند. بخش پشتی گانگلیون دارای اعصاب کمتری بوده و با برداشتن لایههای پیوندی در این ناحیه، توسط پنس‌های بسیار ظریف در زیر استریومیکروسکوپ، نورون‌ها آشکار می‌شدند.

شکل 3-2. گانگلیون تحت مری تثبیت شده در محفظه ثبت
3-3) محلول‌ ها و داروها
محلول رینگر نرمال حلزون شامل (بر حسب میلی مولار):
NaCl (80)، (10) CaCl2، MgCl2 (5)، KCl (4)، HEPES (5) و Glocuse (10) بود (Taylor, 1987) و PH آن به کمک دستگاه PH متر و با استفاده از Trisma base در حد 4/7 تنظیم می‌گردید.
لینالول در یخچال نگهداری ‌شده و قبل از انجام آزمایش‌ها غلظت‌های مناسب آن تهیه و در حین انجام آزمایش غلظتهای مورد نظر به محفظه ثبت سلولی افزوده می‌شد. سایر داروها شامل نیکل کلرید (مهار کننده غیر اختصاصی کانال‌های کلسیمی) و نیفدیپین (مهار کننده کانال کلسیمی نوع L) و کلریترین (مهارکنندهی پروتئین کیناز C) و H89 (مهارکنندهی پروتئین کیناز A) میباشند که در یخچال نگهداری و مورد استفاده قرار گرفتند.
3-4) ثبت داخل سلولیپتانسیل‌های عمل خودبخودی و برانگیخته در شرایط کنترل و متعاقب تیمارهای مختلف با روش تثبیت جریان با استفاده از آمپلی فایر(npi, Germany) SEC-10LX ثبت گردید. میکروالکترودهای مورد استفاده از میکروپیپت‌های دیواره نازک از جنس بروسیلیکات (USA) و با کمک یک میکروالکترود پولر افقی (Sutter Instrument, USA) تهیه می‌شد. الکترودها با محلول KCl سه مولار پر شده و نمونه‌های بدون نشت که 5-1 مگا اهم مقاومت داشتند جهت ثبت مورد استفاده قرار می‌گرفتند. یک سیم نقره با روکش کلرید نقره محلول داخل میکروالکترود شیشهای را به ورودی پرهآمپلی فایر وصل می‌کرد. در تمام آزمایش‌ها از یک پل آگار بعنوان الکترود مرجع استفاده می‌شد که محلول محفظهی ثبت را به پتانسیل صفر (زمین) وصل می‌کرد (شکل3-3).
پس از ورود الکترود به نورون، ثبت پایه برای حدود پنج دقیقه به عمل می‌آمد و درصورتی که نورون از نظر ویژگی‌های الکتریکی غشاء دارای وضعیت مناسب و پایدار بود، ثبت پتانسیل‌های غشائی در وضعیت تثبیت جریان در شرایط کنترل و متعاقب تیمارهای مختلف به عمل می‌آمد. داده‌های ثبت شده توسط یک مبدل آنالوگ-دیجیتال HEKA, Germany)) رقمی شده و به کمک نرم افزار Patchmaster ذخیره می‌گردید و انالیز دادهها با نرمافزار fitmaster انجام میشد.

شکل 3-3. نمایی از وسایل ثبت داخل سلولی. ولتاژ غشاء ثبت شده توسط میکروالکترود (A) به ترتیب به آمپلی فایر، مبدل آنالوگ/ دیجیتال و دیجیتال/آنالوگ (B) و نهایتاٌ به کامپیوتر (C) منتقل می‌شود.
3-5) مراحل آزمایش
ابتدا فعالیت خودبخودی و برانگیخته سلول با تکنیک کلمپ جریان ثبت می‌شد. پس از انجام این ثبت در هر گروه داروهای مورد نظر به محیط خارج سلولی تزریق شده و مجدداٌ در محلول جدید، فعالیت خودبخودی و برانگیخته ثبت می‌شد.
جهت بررسی و مطالعه فعالیت خودبخودی نورون‌ها در شرایط کنترل ابتدا به مدت 5 دقیقه ثبت پایه در رینگر نرمال بعمل می‌آمد و فرکانس و ویژگی‌های اسپایک‌های خودبخودی نورون‌ها ثبت می‌شد. سپس بمنظور بررسی اثر مستقیم لینالول بر فعالیت الکتریکی سلول و نقش احتمالی آن در تحریک‌پذیری نورونی، این ماده با غلظت‌های1/0 و 2/0 میلی مولار به محفظه‌ی ثبت داخل سلولی افزوده می‌شد و همانند شرایط کنترل فعالیت خودبخودی و برانگیخته مورد مطالعه قرار می‌گرفت.
بمنظور بررسی نقش کانالهای کلسیمی در رابطه با عملکرد لینالول، از مهار کننده‌های این کانال‌ها یعنی نیکل کلرید (مهار کننده غیر اختصاصی کانال‌های کلسیمی) و نیفدیپین (مهار کننده کانال کلسیمی نوع L) و به منظور بررسی نقش کینازها از کلریترین (مهارکنندهی پروتئین کیناز C) و H89 (مهارکنندهی پروتئین کیناز A) استفاده شد.
3-6) پارامترهای الکتروفیزیولوژیک مورد مطالعه
پارامترهای الکتروفیزیولوژیک مورد بررسی در این مطالعه از قرار زیر می‌باشند:
پتانسیل استراحت غشاء (RMP)
آستانه پتانسیل عمل (Threshold)
فرکانس فعالیت الکتریکی خودبخودی
طول مدت پتانسیل عمل در پتانسیل آستانه (Action potential duration)
طول مدت فاصله بین پتانسیل عملها (Interspike interval)
سطح زیر منحنی پتانسیل عمل (Integral)
دامنه‌ی پتانسیل عمل (AP amplitude)
دامنه ولتاژ پتانسیل متعاقب هیپرپلاریزان (AHP)
طول مدت دوره AHP (AHP Duration)
شیب فاز دپلاریزاسیون و رپلاریزاسیون پتانسیل عمل (D slope& Rslope)
فرکانس پتانسیل عمل در حین تزریق جریان مثبت
دوره مهار فعالیت متعاقب تحریک(PSIP)
مقاومت ورودی سلول (input resistance)

شکل 3-4. نحوه اندازه گیری برخی پارامترهای پتانسیل عمل
3-7) آزمون آماری
اندازهگیری پارامترهای مورد نظر فعالیتهای الکتریکی ثبت شده به کمک نرم افزار Fitmaster انجام شد و بمنظور مقایسه داده‌ها از آزمون آماری Repeated measure و تست Bonferroni استفاده شد. داده‌ها به صورت Mean ± SEM گزارش شده و اختلاف‌های با 05/0P< بعنوان سطح معنیداری در نظر گرفته شدند.
فصل چهارم
نتایج
4-نتایج
4-1) ویژگی‌های فعالیت خودبخودی و برانگیخته نورون‌های حلزون در شرایط کنترل
نورون‌های گانگلیون تحت مری حلزون در رینگر نرمال دارای میانگین پتانسیل استراحت mV 16/2±65/42- و فعالیت ریتمیک خودبخودی منظم با میانگین فرکانس Hz 37/0±47/2 بودند. میانگین طول مدت پتانسیل عمل در آستانه‌ پتانسیل عمل ms 96/2±07/15و متوسط فاصله بین دو پتانسیل عمل s 057/0±455/0 بود. دامنه و سطح زیر منحنی پتانسیل عمل بترتیب mV 54/3±20/72 و μVs 72/78±76/373 بود. پتانسیل‌های متعاقب هیپرپلاریزاسیون (AHP)، دامنه‌ای در حدود mV 58/0±52/6- داشتند و متوسط طول مدت این پتانسیل‌های متعاقب s 015/0±097/0 بود. متوسط شیب فاز دپلاریزاسیون و شیب فاز رپلاریزاسیون پتانسیل عمل بترتیب mV/ms 77/1±04/13 و mV/ms 13/1±30/6- بود.
4-2) اثرات غلظت‌های 1/0 و 2/0 میلی مولار لینالول بر ویژگی‌های الکتروفیزیولوژیک نورون‌های حلزون4-2-1) ویژگی‌های پتانسیل عمل خودبخودی در حضور لینالول 1/0 میلیمولار
درحضور غلظتهای 1/0 میلی مولار لینالول در محلول خارج سلولی پتانسیل استراحت طی 5 و 10 دقیقه افزایش یافت و این تأثیر از نظر آماری بین دو زمان 5 و 10 دقیقه و کنترل به ترتیب با 05/0 P< و01/0 P< معنیدار بود. فرکانس پتانسیل‌های عمل طی 5 و 10 دقیقه پس از کاربرد لینالول افزایش یافت که این افزایش بین زمانهای 5 و 10 دقیقه و کنترل با 05/0 P< معنی‌دار بود (شکل 4-1 و نمودار 4-1).

نمودار 4-1. نمودار مقایسه میانگین پتانسیل استراحت غشاء (A) و فرکانس پتانسیل عمل (B) در شرایط کنترل و در 5 و 10 دقیقه پس از افزودن غلظت 1/0 میلی مولار لینالول به رینگر حلزونی نرمال (8=n). 05/0 P<*و 01/0 P<** در مقایسه با کنترل.

شکل 4-1. الگوی فعالیت خودبخودی در شرایط کنترل، 5 ، 10 و 13 دقیقه پس از مجاورت با غلظت 1/0 میلی مولار لینالول. پس از افزودن لینالول فرکانس افزایش و دامنه اسپایک‌ها کاهش یافت. 15 دقیقه پس از کاربرد لینالول با تزریق جریان منفی مستقیم و برگرداندن پتانسیل استراحت به حدود کنترل کاهش دامنه پتانسیلهای عمل هم تا حدی حذف گردید.
آستانه پتانسیل عمل پس از کاربرد لینالول افزایش یافت و این افزایش بین دو زمان 5 و 10 دقیقه و کنترل با 05/0 P< معنی‌دار بود. دامنه‌ پتانسیل عمل در حضور لینالول کاهش یافت که این کاهش بین شرایط کنترل و زمانهای 5 و 10 دقیقه با P<0/01و بین دو زمان 5 و 10 دقیقه با 05/0 > P معنیدار بود(شکل 4-2 و نمودار 4-2) و 15 دقیقه پس از کاربرد لینالول با تزریق جریان DC و برگرداندن پتانسیل استراحت غشاء به حدود کنترل دامنه پتانسیلهای عمل نیز به میزان ثبت شده در شرایط کنترل نزدیک گردید (شکل4-1).

نمودار 4-2. نمودار مقایسه آستانه (A) و دامنه (B) در پتانسیلهای عمل ثبت شده در حضور غلظت 1/0 میلی مولار لینالول (8n=). 05/0 P<*و 01/0 P<**در مقایسه با کنترل.

شکل 4-2. مقایسه پتانسیل ثبت شده از یک نورون در سه زمان کنترل (a)، 5 دقیقه (b) و 10 دقیقه (c) پس از افزودن لینالول 0.1 میلی مولار. بدنبال بکارگیری لینالول دامنه پتانسیل عمل و شیب فازهای بالارو و پائینرو آن کاهش و مدت زمان پتانسیل عمل افزایش یافت. برای سهولت در مقایسه دامنه پتانسیل عمل، تفاوت نسبی در پتانسیل استراحت در این شکل نشان داده نشده است.
سطح زیر منحنی در قله پتانسیل عمل در سه حالت کنترل، 5 و 10 دقیقه بطور معنیداری (05/0 P<) پس از کاربرد لینالول با 05/0 > P افزایش یافت. فاصله بین پتانسیل‌های عمل در طی 5 و 10 دقیقه پس از کاربرد لینالول کاهش یافت و این کاهش 5 و 10 دقیقه پس از لینالول در مقایسه با کنترل با 05/0 P<معنی‌دار بود. طول مدت پتانسیل عمل پس از کاربرد لینالول نسبت به کنترل افزایش یافت،که این افزایش بین 10 دقیقه و کنترل با 05/0 > Pمعنیدار بود (نمودار 4-3).

نمودار 4-3. مقایسه میانگین سطح زیر منحنی (A)، فاصله بین پتانسیل‌های عمل (B) و طول مدت پتانسیل عمل (C) در شرایط کنترل و در 5 و 10 دقیقه پس از افزودن غلظت 1/0 میلی مولار لینالول به رینگر حلزونی نرمال (8=n). 05/0 P<* در مقایسه با کنترل.
لینالول دامنه AHP را در زمان‌های 5 و 10 دقیقه پس از کاربرد بطور معنی‌داری کاهش داد، بطوریکه این کاهش بین دو زمان 5 و 10 دقیقه در مقایسه با کنترل با 01/0 P< معنی‌دار بود. طول مدت AHP طی 5 و 10 دقیقه پس از کاربرد لینالول نسبت به حالت کنترل بطور معنی‌داری با P< 0/01 کاهش یافت (شکل 4-2 و نمودار 4-4).

نمودار 4-4. مقایسه میانگین دامنهی AHP (A) و طول مدت AHP (B) بین سه حالت کنترل، 5 و 10 دقیقه پس از کاربرد لینالول 1/0 میلی مولار (8=n). 01/0 P<** و 001/0***P< در مقایسه با کنترل.
شیب فاز دپلاریزاسیون پتانسیل عمل طی 5 و 10 دقیقه پس از افزودن لینالول کاهش نشان داد که این کاهش 5 و 10 دقیقه پس از افزودن لینالول در مقایسه با کنترل به ترتیب با 05/0 P< و 01/0 P< و 10 دقیقه پس از افزودن لینالول در مقایسه با 5 دقیقه با 05/0 P< معنی‌دار بود. شیب فاز رپلاریزاسیون نیز پس از کاربرد لینالول کاهش معنی‌داری را نشان داد، این کاهش 5 و 10 دقیقه پس از کاربرد لینالول در مقایسه با کنترل با 01/0 P< و در زمان 10 دقیقه نسبت به 5 دقیقه پس از افزودن لینالول با 05/0 P< معنی‌دار بود (شکل 4-2 و نمودار 4-5).

نمودار 4-5. مقایسه میانگین شیب فاز دپلاریزاسیون (A) و شیب فاز رپلاریزاسیون (B) بین سه حالت کنترل، 5 و 10 دقیقه پس از افزودن لینالول 1/0 میلی مولار (8=n). 01/0 P<** و 001/0***P< در مقایسه با کنترل و 05/0 P<# در مقایسه با 5 دقیقه پس از کاربرد لینالول.
مدت دوره مهاری بعد از فعالیت برانگیخته(PSIP) پس از تزریق جریان‌های دپلاریزان (nA2-1) با افزایش شدت تحریک در هر یک از شرایط کنترل و در حضور لینالول افزایش یافت. لینالول نیز طول دوره مهاری بعد از فعالیت برانگیخته به ازاء هر جریان تحریکی را افزایش داد که این افزایش معنی‌دار نبود (نمودار 4-6).

نمودار 4-6. مقایسه میانگین مدت دوره مهاری بعد از فعالیت برانگیخته پس از تزریق جریان‌های دپلاریزان (nA2-1) در شرایط کنترل و در 10 دقیقه پس از افزودن غلظت 1/0میلی مولار لینالول به رینگر حلزونی نرمال (6=n).
فرکانس پتانسیل‌های عمل برانگیخته در حین تزریق جریان‌های دپلاریزان (nA2-1) پس از کاربرد لینالول افزایش یافت که این افزایش معنیدار نبود.
مقاومت ورودی سلول در طی تزریق جریان‌های هیپرپلاریزان(nA3-1)، پس از افزودن لینالول نسبت به حالت کنترل اختلاف معنی‌داری نداشت (جدول 4-1).
10min control Time
2/39±10/62 2/77±11/24 Input Resistance(MΩ)
جدول 4-1. مقاومت ورودی سلول در شرایط کنترل و 10 دقیقه پس از کاربرد لینالول 1/0 میلی مولار.
4-2-2) ویژگی‌های پتانسیل عمل خودبخودی در حضور لینالول 2/0 میلی مولارافزودن لینالول 2/0 میلی مولار به محلول خارج سلولی موجب افزایش معنیدار آستانه پتانسیل عمل شد که 2 دقیقه پس از افزودن لینالول نسبت به کنترل با 01/0 P< معنی‌دار بود. دامنه‌ پتانسیل عمل طی 2 دقیقه پس از کاربرد لینالول کاهش یافت که تفاوت معنی‌داری را نشان نداد (نمودار 4-7 و شکل 4-3).

نمودار 4-7. نمودار مقایسه آستانه (A) و دامنه (B) در پتانسیلهای عمل ثبت شده در حضور غلظت 2/0 میلی مولار لینالول (6n=). 01/0 P<**در مقایسه با کنترل.

شکل 4-3. الگوی فعالیت خودبخودی در شرایط کنترل و 3 دقیقه پس از مجاورت با غلظت 2/0 میلی مولار لینالول. لینالول طی 3 دقیقه منجر به تغییر الگوی فعالیت خودبهخودی منظم نورون در حالت کنترل به الگوی burst شد. اثرات حاصل از غلظت 2/0 لینالول پس از شستشوی محفظه حاوی لینالول با رینگر حلزونی نرمال، تا حد زیادی برگشت پذیر بود.
شیب فاز دپلاریزاسیون پتانسیل عمل طی 2 دقیقه پس از افزودن لینالول 0.2 میلی مولار کم شد که این کاهش با 01/0 P< معنیدار بود. شیب فاز رپلاریزاسیون نیز 2 دقیقه پس از کاربرد لینالول کاهش یافت ، که این کاهش با05/0 P< معنیدار بود (نمودار 4-9 و شکل 4-6).